Descripción

Curso Avanzado de Biología Molecular Aplicada

Curso universitario de formación permanente diseñado para profesionales y estudiantes avanzados en biología, farmacia, biomedicina o química, que quieran adquirir habilidades avanzadas en biología molecular, clonación, PCR, secuenciación y bioinformática, combinando teoría, práctica y análisis de resultados en laboratorio. Modalidad 100% online.

Información

El gran avance experimentado en las últimas décadas en el estudio del genoma y el desciframiento de su secuencia ha permitido el desarrollo de técnicas y materiales para su detección y el estudio de su variabilidad dentro de la población. De esta forma, la biología molecular ha surgido como una rama importante en la sanidad para la detección rápida y específica tanto de agentes infecciosos como de enfermedades de origen hereditario.

En los laboratorios donde se llevan a cabo estas técnicas los análisis son llevados a cabo tanto por personal técnico como por facultativos especializados. Sin embargo, debido a los altos costes de estas pruebas en relación a otros análisis de rutina, los estudiantes no suelen tener oportunidad de adquirir el conocimiento y la experiencia suficiente, aspectos que pretendemos cubrir con este curso.

• Duración: 170 horas. (2 meses)
• Modalidad: 100% online.
• Créditos: 10 ECTS. Convalidable con la micro-credencial universitaria por la Universidad de Alcalá.
• Requisitos: FP Técnico Superior en Laboratorio Clínico y Biomédico o Anatomía Patológica; Grado en Biología, Farmacia, Biomedicina, Química o similar.
• Precio: 450€
• Lugar de impartición: Campus virtual GESMEDI ACADEMY.

Público al que va dirigido

• Estudiantes y profesionales que quieran especializarse en técnicas avanzadas de biología molecular y bioinformática.
• Técnicos de laboratorio clínico, investigadores biomédicos y farmacéuticos que buscan formación aplicada.
• Profesionales que necesiten adquirir competencias prácticas en análisis molecular, clonación, PCR y secuenciación de ADN.

Objetivos formativos

• Conocer las técnicas de biología molecular, entendiendo el término en el sentido más amplio, es decir, abrazando desde las herramientas informáticas y metodológicas de laboratorio básicas hasta las técnicas experimentales específicas de laboratorios de investigación.
• Proporcionar una base sólida y ancha, pero a la vez homogénea, en el conjunto de técnicas de estudio basadas en el análisis de las moléculas biológicas en diferentes campos de aplicación con un énfasis especial en la biomedicina, análisis clínicos y anatomía patológica.
• Poner en práctica el conjunto de actividades de aprendizaje y competencias definidas en el programa teórico-práctico, con el fin de dotar al estudiante con las habilidades que requiere trabajar en un laboratorio donde se utilicen las técnicas mencionadas.

Competencias a adquirir

• Ejecutar protocolos de clonación molecular y obtener células clonadas.
• Aplicar métodos de extracción y purificación de ácidos nucleicos.
• Desarrollar técnicas de PCR y electroforesis de ácidos nucleicos.
• Conocer la rutina de trabajo en un laboratorio de análisis clínico, desde la programación de pruebas y registro de muestras hasta la interpretación y envío de resultados.
• Conocer las técnicas más comunes de análisis molecular.
• Adquirir el conocimiento para el buen manejo de las diferentes muestras biológicas.
• Diseño y evaluación in silico de herramientas específicas para los ensayos de biología molecular.

Metodología

• Virtual: Clases teóricas grabadas para ver en horario libre. Videos prácticos grabados con todos los pasos de los protocolos de laboratorio. Análisis de casos clínicos, seguimiento de test online.

Programa del curso / Módulos

1. Preparación de medios de cultivo.

• Tipos de medios
• Componentes principales de los medios de cultivo.
• Ajuste de pH del medio.
• Esterilización: autoclave y filtración.
• Vertido, conservación y almacenamiento.
• Normas de seguridad e higiene en el manejo de medios.

2. Preparación de disoluciones.

• Conceptos clave: molaridad, normalidad, porcentaje (% m/v, v/v).
• Cálculos para preparación de disoluciones.
• Uso de material volumétrico (matraz aforado, pipetas, bureta).
• Disolventes más comunes (agua destilada, tampones).
• Esterilización y filtración de disoluciones.
• Etiquetado y conservación adecuada.

3. Extracción y purificación de ADN plasmídico bacteriano.

• Cultivo de bacterias portadoras de plásmidos.
• Métodos de lisis celular (alcalina, enzimática, térmica).
• Separación de ADN plasmídico del genómico.
• Técnicas de purificación (precipitación, cromatografía de adsorción).
• Cuantificación y verificación de calidad (nanodrop, gel de agarosa).

4 . Preparación de fragmentos de ADN para clonación dirigida: digestión con enzimas de restricción.

• Principios de las enzimas de restricción (endonucleasas tipo II).
• Selección de enzimas según el GOI y el vector.
• Preparación de la mezcla de digestión.
• Condiciones de incubación (temperatura, buffer, tiempo).
• Verificación de la digestión por electroforesis.

5. Purificación y ligación de fragmentos de ADN.

• Purificación tras digestión (extracción de gel, cromatografía de adsorción).
• Principios de la ligación: ADN ligasa y tipo de extremos (cohesivos/romos).
• Relación molar vector:inserto y cálculos.
• Preparación de la mezcla de ligación.
• Controles de la ligación (positivos, negativos, blanco).

6. Transformación bacteriana.

• Métodos de transformación: química (CaCl₂) y electroporación.
• Preparación de células competentes.
• Factores que afectan la eficiencia de transformación.
• Recuperación post-transformación y cultivo en medio selectivo.
• Sistemas de selección: antibióticos y clonación azul/blanca.

7. PCR: Amplificación de GOI (Gene of Interest).

• Fundamentos de la reacción en cadena de la polimerasa.
• Componentes de la PCR: dNTPs, primers, ADN polimerasa, MgCl₂, buffer.
• Diseño de primers específicos para el GOI.
• Programa térmico (ciclos de desnaturalización, alineamiento, extensión).
• Verificación del producto por electroforesis.

8. Análisis de estirpes recombinantes mediante PCR de colonias.

• Preparación de colonias para PCR directa.
• Diseño de primers para amplificar la región recombinante.
• Optimización de condiciones para PCR de colonias.
• Interpretación de bandas para confirmar presencia del GOI.
• Controles positivos y negativos.

9. Secuenciación de ADN.

• Métodos de secuenciación: Sanger vs NGS.
• Preparación de muestras para secuenciación.
• Elección de primers de secuenciación.
• Envío a servicios externos o uso de secuenciador automatizado.
• Lectura e interpretación de resultados (cromatogramas).

10. Análisis e interpretación de resultados.

• Análisis de electroforesis (longitud de fragmentos esperados).
• Confirmación de inserciones por PCR y secuenciación.
• Detección de errores: mutaciones, inversiones, inserciones parciales.
• Análisis bioinformático básico (BLAST, alineamientos).
• Elaboración de conclusiones y discusión de resultados.

11. Diseño in sílico de un mapa de restricción.

• Concepto y utilidad de los mapas de restricción.
• Búsqueda de secuencias de interés (plásmido o GOI) en bases de datos (NCBI).
• Identificación de sitios de corte con enzimas de restricción.
• Selección de enzimas compatibles (sin cortar dentro del GOI, extremos deseados).
• Representación gráfica del mapa de restricción.
• Verificación de fragmentos generados y predicción de tamaños esperados.

12. Diseño in sílico de oligonucleótidos.

• Definición y tipos de oligonucleótidos (primers para PCR, sondas, etc.).
• Parámetros básicos: longitud, Tm (temperatura de fusión), %GC, estructura secundaria.
• Inclusión de sitios de restricción y secuencias adaptadoras.
• Uso de herramientas como Primer3, NCBI Primer-BLAST, SnapGene.
• Evaluación de especificidad y detección de dimerización o horquillas.
• Exportación y validación de secuencias.

13. Manejo in sílico de distintos softwares de edición de plásmidos, simulación de electroforesis, PCR.

• Introducción a los principales softwares (SnapGene, ApE, Benchling, NEB Cutter).
• Carga y edición de secuencias (plásmidos, genes, fragmentos).
• Simulación de digestiones con enzimas de restricción.
• Simulación de PCR y visualización de productos esperados.
• Simulación de electroforesis: predicción de tamaños y patrones de bandas.
• Anotación de características (genes, promotores, orígenes de replicación, marcadores de selección).
• Exportación de resultados y generación de informes visuales.

Evaluación general

• Foros de debate y participación.
• Estudios de caso prácticos.
• Cuestionarios tipo test online.
• Exámen final de curso.

Profesorado destacado

• Mario Jesús Grande Vela – Coordinador del curso
• Antonio Congregado Pérez – Director académico
• Santiago Coca Menchero – Bioinformática aplicada
• Lucas Hussing – Técnicas de clonación y PCR
• Giulia Bello – Secuenciación y análisis de resultados

Salidas profesionales

• Técnico especializado en biología molecular en laboratorios clínicos y de investigación.
• Investigador en biomedicina, genética y bioinformática.
• Responsable de análisis molecular en empresas biotecnológicas y farmacéuticas.
• Posibilidad de integración en laboratorios hospitalarios y centros de diagnóstico genético.

 

Pago del curso

1. Pagar todo el valor del curso directamente en un solo pago.
2. Fraccionar el pago en 3 partes, en el primer mes al inicio del curso y los dos siguientes.

El pago se debe realizar al siguiente IBAN: ES91 0182 0917 0202 0173 2967

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